Détection moléculaire du C difficile toxigène : gène de la toxine A ou B?

Les infections à Clostridium difficile (ICD) sont la principale cause de diarrhée hospitalière, affectant principalement les patients exposés aux antibiotiques. Les infections ont été associées à des séjours hospitaliers prolongés et à des coûts de soins de santé importants. Les changements récents dans l’épidémiologie de l’ICD incluent une incidence et une gravité accrues de la maladie, en partie en raison de l’émergence de la souche (BI / NAP1/027) qui est maintenant endémique dans de nombreux hôpitaux américains.1 Les cliniciens ont également observé une augmentation des infections dans des populations à faible risque auparavant et des cas d’ICD acquis dans la communauté en l’absence de facteurs de risque traditionnels.

Seules les souches C diff productrices de toxines causent des maladies et les toxines A et B (codées par les gènes tcdA et tcdB) semblent jouer un rôle important. Les toxines sont des entérotoxines pro-inflammatoires, mais la toxine B est une cytotoxine plus puissante.2 La cytotoxicité directe des selles, qui détecte la toxine B, a été le premier test diagnostique cliniquement utile à être développé. Au début des années 1990, des essais immunoenzymatiques rapides (EIE) ont été mis au point pour détecter la toxine A qui est plus immunogène que la toxine B. De nombreux laboratoires ont adopté ces essais parce qu’ils étaient pratiques et plus faciles à utiliser.

En 2000, des flambées de cas graves d’ICD dus à des souches dépourvues de toxine A (variantes A-B+) ont été le premier indice que la toxine A n’était pas essentielle à la maladie clinique.Les patients de 3,4 CDI hébergeant ces souches variantes ont été mal diagnostiqués car leurs échantillons de selles étaient négatifs par les EIE spécifiques à la toxine A.3 En l’absence de traitement approprié, certains patients ont développé des complications graves de l’ICD avec des résultats médiocres, y compris la mort.3,4 En réponse à l’émergence de souches de diff variant C négatif à la toxine A, les fabricants de kits ont mis au point de nouvelles EIE qui détectaient également la toxine B, car il n’était plus acceptable de détecter la toxine A seule.

La majorité des diff toxigènes pathogènes produisent les deux toxines. Les souches de toxine A-B+ représentent toutefois de 2 % à 11 % des cas d’ICD5, avec des estimations plus élevées en Irlande6 et en Asie.7 Ces souches, qui sont caractérisées comme ayant de grandes délétions dans le gène tcdA, provoquent le même spectre de maladies que celles produisant les deux toxines, allant de la diarrhée légère à la colite pseudomembraneuse.4 Certains rapports suggèrent cependant que la maladie causée par les souches de toxine A-B + est plus susceptible d’être grave.7

En revanche, les rapports de souches pathogènes d’origine naturelle qui ne produisent pas de toxine B (variants de la toxine A + B) sont extrêmement rares. Le seul rapport dans la littérature d’infection par une souche A + B était un patient présentant une CDI récurrente, chez lequel des isolats C diff portant à la fois des gènes tcdA et tcdB ont été précédemment isolés.8 Échantillons de selles prélevés sur le patient au cours des épisodes diarrhéiques précédents se sont révélés positifs pour la toxine B par un test de cytotoxicité. Une étude de la souche A+ B du troisième épisode a révélé une absence totale du gène tcdB ou d’autres gènes nécessaires à la production de toxine et une délétion dans le gène tcdA.9 De plus, le variant A+B n’a pas produit de toxine A ou de toxine B in vitro, ce qui remet en question sa pertinence comme cause des symptômes du patient.

La capacité de concevoir génétiquement un diff C qui ne produit que la toxine A (mutants A + B) ou la toxine B (mutants A-B +) et infecte les hamsters sensibles avec les mutants a conduit à deux études sur l’importance individuelle de ces toxines dans le processus de la maladie. Dans une étude, les auteurs ont conclu que la toxine B est essentielle à la maladie, alors que la toxine A n’est pas nécessaire.10 La deuxième étude a montré que l’une ou l’autre toxine était capable de provoquer une maladie, mais que les souches mutantes produisant la toxine B seule causaient une maladie plus grave.11 Bien que les deux études semblent se contredire l’une l’autre, les résultats de Lyras, et al, sont plus cohérents avec ce qui est observé dans la pratique clinique à ce jour, en ce sens que toutes les souches C diff cliniquement pertinentes (y compris les variantes A + B + et A-B +) produisent de la toxine B et l’absence de souches pathogènes d’origine naturelle qui ne produisent que de la toxine A.

Les tests de laboratoire pour la détection du diff C toxigénique pour confirmer un diagnostic de CDI chez les patients restent un défi en raison de la performance des EIE à toxine A / B couramment utilisées ou des délais d’exécution pour des méthodes plus sensibles comme la culture toxigénique.12 Les tests moléculaires rapides pour le diff C toxigène ont considérablement amélioré la précision avec laquelle les patients atteints d’ICD peuvent être diagnostiqués et pris en charge. Avec des sensibilités et des spécificités fiables pour la culture toxigénique, les cliniciens peuvent faire confiance aux résultats de laboratoire qui confirment leur suspicion clinique de CDI ou excluent le diff C comme source des symptômes d’un patient. Selon les nouvelles directives de pratique clinique de SHEA / IDSA (Society for Healthcare Epidemiology of America et Infectious Diseases Society of America) pour le CDI chez l’adulte, les tests PCR semblent rapides, sensibles et spécifiques et, en fin de compte, peuvent répondre aux problèmes de dépistage.12

Tous les tests de réaction en chaîne par polymérase en temps réel, ou PCR, approuvés par la FDA, ciblent le gène de la toxine B (tcdB). Le choix de la tcdB comme cible moléculaire est idéal pour plusieurs raisons: le rôle essentiel de la toxine B dans le processus de la maladie10,11; la présence de la toxine B et de la tcdB dans toutes les souches productrices de la maladie; et la preuve que la détection de la tcdB chez les patients symptomatiques est bien corrélée avec un diagnostic précis de l’ICD.13

La justification d’autres cibles telles que le gène tcdA est moins claire. De nombreuses souches Diff variant A-B+ C ont des délétions dans le gène de la toxine a14 et peuvent ne pas être fiables comme cible. Contrairement au gène tcdB, les études démontrant que la détection de la tcdA est en corrélation avec la maladie clinique font défaut; et comme le gène peut également être trouvé seul dans des souches non pathogènes,15 la détection de la tcdA pourrait potentiellement conduire à un diagnostic erroné de la CDI.

Le diagnostic de l’IDC nécessite une combinaison de symptômes cliniques et une détection précise du diff C toxigène dans les selles d’un patient symptomatique.12 Lorsqu’ils sont utilisés de manière appropriée et limités aux patients présentant des symptômes compatibles avec la maladie clinique, les dosages PCR ciblant le gène tcdB peuvent faciliter un diagnostic précis de l’ICD, ce qui, à son tour, peut conduire à une meilleure prise en charge du patient avec un traitement approprié et à la mise en œuvre rapide de mesures de contrôle de l’infection.

Diane Kawa, PhD, SM (ASCP),
est directrice des affaires scientifiques à BD à Franklin Lakes, New Jersey.

  1. McFarland LV. Curr Opin Gastroenterol. 2009;25(1):24.
  2. Lyerly, DM, et al. Clin Microbiol Rev. 1988; 1(1):1.
  3. Johnson S, et coll. Ann Stagiaire Med. 2001;135(9):434.
  4. Alfa MJ, et al. J Clin Microbiol. 2000;28(7);1706.
  5. Geric B, et al. J Med Microbiol. 2004;53(9);887.
  6. Drudy D, et al. Le Microbiol Clin Infecte. 2007;13(3):298
  7. Freeman J, et coll. Clin Microbiol Rev. 2010; 3:529.
  8. Cohen SH, et al. Clin Infecte Dis. 1998;26(2):410.
  9. Cohen SH, Tang YJ, Silva J Jr. J Infect Dis. 2000;181(2):659.
  10. Lyras D, et al. Nature. 2009;458(4):1175.
  11. Kuehne SA, et al. Nature. Epub: 10.1038 / nature09397 (15 septembre 2010).
  12. Cohen SH, et al. Infect Control Hosp Epidemiol. 2010;31(5);431.
  13. Peterson LR, et al. Clin Infect Dis. 2007;45(11):1152.
  14. Rupnik M. FEMS Microbiol Rev. 2008;32(5):541.
  15. Rupnik M, et al. Microbiology. 2001;147(2):439.



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